Estimado público de la plataforma steemit, para el día de hoy les traigo un interesante post sobre un delicioso fruto, y muy conocidos por todos como lo son los plátanos y los cambures. Indicando primera mente su origen y distribución, clasificación taxonómica, características botánicas y su producción a nivel in vitro
INTRODUCCIÓN
Las Musaceae presentan su centro de origen en el Sur-Este Asiático, Málaga e Islas de Indonesia; de estas zonas se dispersaron a Europa y África. En 1516, fueron llevadas de las Islas Canarias a Santo Domingo, posteriormente pasaron al resto de América y a Nueva Guinea. En referencia a Venezuela, se desconoce la fecha de entrada; sin embargo, existen registros de la presencia de éstas en 1578 hacia la parte centro-norte costera del país, específicamente en el Valle de Caracas [1]. En la actualidad, entre las Musaceas más comunes en el país se encuentran el plátano ‘Harton Gigante’ (Musa AAB), el cual es de importancia económica, por su uso regular en la alimentación y el banano (Musa AAA) subgrupo ‘Cavendish’, el cual es cultivado en la zona central a gran escala. El cambur ‘Manzano’ (Musa AAB) es de alto consumo y ocupa el tercer lugar de producción. Además, está el ‘Topocho Criollo’ (Musa ABB) con importancia regional en los llanos [2-3].
FUNDAMENTOS
Clasificación taxonómica
Actualmente el sistema de clasificación de Musaceae se incluyen dos géneros: Ensete y Musa. Esta ultima está constituido por 4 secciones: Australimusa, Callimusa, Rhodoclamys y Eumusa. Esta última es la más numerosa y de mayor dispersión geográfica. Entre las especies de Eumusa están Musa acuminata y Musa balbisiana, especies de la que se ha originado una amplia gama de cultivares (como por ejemplo ‘Cambur manzano’) con características de una o ambas especies [4].
Distribución.
La familia pertenece al viejo mundo que se extiende desde África al este de Asia, Australia e Islas del Pacifico. La mayoría actualmente está dispersa en zonas tropicales húmedas (incluyendo centro y sur América)
Características botánicas
Habito: son hierbas perennes, robustas de gran tamaño (fig. 1)
Raíz: está conformada por raíces de carácter netamente adventicias, fasciculadas y fibrosas. Se originan del cilindro central del cormo, en grupos de 3 o 4 que llevan en su parte terminal los pelos absorbentes (fig. 2).
Cormo: denominado también rizoma o tallo subterráneo, presenta una estructura cónica o asimétrica, da origen a numerosas yemas y a su vez a otros cormos (fig. 3).
Pseudotallo: es la parte aérea de la planta y está formado por las vainas envolventes de las hojas, dispuestas en espiral, superpuestas unas con otras formando una roseta basal de modo que sus largas vainas apretadas forman un falso tallo (fig. 4).
Hoja: son simples, con filotaxia alterna, pinnatinervia, en forma ovalada-oblonga con el ápice obtuso, tiene una vaina larga y envolvente, en un corte transversal tiene forma de media luna. El peciolo es largo, acanalado y semicilíndrico; la lámina foliar puede alcanzar hasta 4m de largo (fig. 5).
Inflorescencia: son de grandes dimensiones, racimosas, aparecen sustentadas por un pedúnculo largo que parte del cormo y atraviesa internamente todo el pseudotallo. Están protegidas por unas brácteas grandes y carnosas a modo de espatas (fig. 6).
Figura 6. Inflorescencia. [Imagen de dominio público, tomada de:](https://es.wikipedia.org/wiki/Naturaleza)
Flor: zigomorfa, hermafrodita o más generalmente unisexuales, homoclamídea. Las flores femeninas, se ubican más hacia la base del pedúnculo y tienen un ovario bien desarrollado y 5 estambres atrofiados; los ovarios se transforman en frutos sin la intervención del polen, puesto que son frutos partenocárpicos. Las flores hermafroditas, se ubican en el centro, tienen ovarios más pequeños dando lugar a frutos más pequeños, mal formados y sin valor comercial. Las flores masculinas se encuentran en el extremo apical del pedúnculo, con un ovario atrofiado, no fructifican, tienen 5 estambres bien desarrollados.
Fruto: es una baya.
Propagación in vitro
La micropropagación es el conjunto de técnicas y métodos de cultivo de tejidos utilizados para multiplicar plantas asexualmente en forma rápida, eficiente y en grandes cantidades. Ésta consiste en cultivar en condiciones asépticas, sobre un medio adecuado, células aisladas, meristemos, ápices vegetales que han iniciado su desarrollo, hasta conseguir una nueva planta. Estas técnicas están basadas en la capacidad de organogénesis que poseen las células vegetales denominada totipotencialidad. La micropropagación ha demostrado sus beneficios al posibilitar la producción masiva de plantas con identidad genética y calidad fitosanitaria en espacios reducidos y en un tiempo corto [5-6].
I. Técnicas de producción de plantas in vitro
A continuación se describen algunas de las principales técnicas de producción de plantas in vitro, particularmente para la producción de musáceas:
1. Organogénesis directa (por brotación):
Sucede de forma directa de yemas axilares, formando brotes en el explante, sin la formación de callos [7].
a. Cultivo de meristemas: los meristemas son un grupo de células que retienen su actividad embrionaria durante toda la vida de la planta, su uso permite una reproducción más rápida mediante la inducción a la formación de brotes múltiples a partir de un solo meristema [8].
b. Cultivo de ápices caulinares: estos tienen un alto potencial morfogenético, debido a su actividad mitótica que presentan sus células. Pueden obtenerse a partir de yemas apicales o laterales de los brotes vegetativos en crecimiento activo [9-10].
2. Organogénesis indirecta (por callo):
Se refiere a la inducción de callos a partir de los cuales forman brotes y raíces [8].
a. Cultivo de callo: es una masa amorfa de células, con delgadas paredes de parénquima celular derivados de la proliferación de los tejidos de las células madres. La formación del callo puede ser inducido en los tejidos vegetales y numerosos órganos que usualmente lo desarrollan en respuesta a una lesión [11].
1. Establecimiento del plantel inicial en umbráculo
El material vegetal de ‘Cambur manzano’, se obtiene a partir de cormos de 50 a 70 cm de altura y de 15 a 20 cm de diámetro. Con los cormos, se estableció el plantel inicial en umbráculo, a través del sistema de propagación de división de los rizomas y ablación de la yema central [12], llevando a cabo los siguientes pasos para su establecimiento:
a. Limpieza: los cormos se lavan, se les eliminan las raíces y la parte aérea (hojas y pseudotallo) (Figura 8A y 8B).
b. Desinfección: se prepara una solución de cloro comercial al 3%, en la cual se sumergen los cormos durante 3 minutos. Posteriormente, los cormos son sumergidos en fungicida Captan®, se agrega 3 L de agua en un envase incorporando lentamente el producto para un total de 250 g, agitando continuamente hasta obtener una suspensión uniforme.
c. Corte: todas las yemas existentes se descubren, mediante la eliminación de las hojas. Luego, se procede a seccionar el cormo de forma radial produciendo secciones triangulares, tratando en lo posible de dejar en cada sección una yema visible (Figura 8C y 8D).
Figura 8. Sistema de propagación por división de cormos para el establecimiento inicial del plantel de cambur ‘Manzano’, ‘Topocho’ y ‘Gran Enano’. A: limpieza de los cormos; B: eliminación de las raíces y parte aérea; C: seccionamiento del cormo; D: secciones triangulares; E: plantación de las secciones en bolsas de polietileno y F: plantas en crecimiento. Autor
d. Plantación: las secciones obtenidas se plantan directamente en bolsas plásticas negras de polietileno de 1 kg de capacidad, tratando en lo posible que la yema se encuentren cerca de la superficie, cubriéndolas, con 1 ó 2 cm de sustrato. Las secciones permanecen bajo estas condiciones, durante 70 días. El sustrato se conforma de tierra, 1,5 de cáscara de arroz y ½ de arena, luego se somete a pasteurización. Posteriormente, se suministran riego, evitando la saturación y condiciones de estrés hídrico (Figura 8E y 8F).
Luego de iniciado el plantel, se mantiene una observación continua y se aplica un programa de fertilización y control fitosanitario, el cual consistió en:
- Fertilizante: Fórmula completa en una dosis de 10 g por planta. Semanalmente por 3 meses.
- Control de insectos: insecticida y nematicida granulado en dosis de 0,1 g por planta.
- Control de enfermedades: fungicida sistémico Carbendazim en dosis de 5 g por planta. Este producto, se aplica uniformemente sobre el follaje de cada planta. Ademas se aplica Benlate3 g/L con Kasumin 3ml/L al sustrato.
2. Propagación in vitro:
a. Fase de iniciación: el objetivo de esta fase es el de obtener material in vitro completamente libre de microorganismos. Del plantel inicial, se seleccionan yemas de aproximadamente 5 cm de longitud (Figura 9) y se llevan al laboratorio, donde se procede de la siguiente forma:
1) Desinfección del material vegetal: las yemas son previamente extraídas por disección y posteriormente el explante se comete a una desinfección inicial (figura 10), por medio de la inmersión en una serie de soluciones, con agitación, tal como se detalla a continuación:
a) Jabón iodado antiséptico con betadina al 10 % durante 10 min. en agitación constante, seguido por tres lavados consecutivos con agua destilada.
b) Solución fungicida con benomil en una dosis de 4 g.L-1 más adherente Tween 20 (30 gotas por litro) por 10 min., seguido por tres lavados consecutivos con agua destilada.
c) Solución de bactericida y fungicida con kasugamicina 4 mL/L por 15 min, seguido por tres lavados consecutivos con agua destilada.
d) Cloro comercial al 20 % durante 20 min. Después de este procedimiento, el material se lleva a la cámara de flujo laminar y se enjuaga tres veces con agua destilada estéril.
e) Tratamiento antioxidante, utilizando para tal fin, una solución de cisteína estéril 60 mg/L, por 10 min.
2) Preparación y cultivo del explante: el explante que se utiliza para el establecimiento del cultivo, está constituido por ápices caulinares de 5 a 8 mm de longitud aproximadamente, extraídos de yemas previamente desinfectadas (Figura 11A). Dicha extracción se realiza bajo condiciones asépticas en la cámara de flujo laminar y con la ayuda de un microscopio estereoscópico. Para ello, se eliminan las hojas más externas de la yema con bisturí Nº 11 y pinzas, previamente esterilizadas en autoclave, hasta visualizar el ápice caulinar (Figura 11B). Los explantes se colocan en tubos de ensayo contentivo del medio del cultivo, previamente esterilizado.
3) Medio de cultivo: los explantes se cultivan en dos medios de cultivos en estado semisólido y en estado líquido. Estos medios son constituidos por sales minerales. Ambos medios de cultivo se colocan en tubos de ensayo en alícuotas de 20 mL por tubo. Al medio líquido se le coloca un soporte de papel de filtro en su interior. Posteriormente, cada uno de los tubos se esteriliza en autoclave durante 20 minutos.
b. Fase de multiplicación: en dicha fase se toman explantes constituidos por brotes de 3 cm de longitud, provenientes de la fase de iniciación, que se subcultivaron en un medio que contenía sales MS, vitaminas y carbohidratos. Los brotes se transfieren a frascos de 180 mL de capacidad que contenían 20 mL de medio de cultivo y son previamente esterilizados en autoclave durante 20 minutos. Los explantes se colocan en un agitador orbital a 100 rpm, en un cuarto de crecimiento a una intensidad lumínica y un fotoperiodo de 16 h/luz, por un período de 5 semanas, para su posterior subcultivo (figura 12).
Después de la regeneración de vitroplantas en el primer ciclo de multiplicación, las mismas se separan y se les elimina el tejido foliar y radical para ser recultivadas en medio de cultivo de multiplicación para hacer un segundo ciclo de multiplicación, y así sucesivamente hasta completar diez ciclos. Para estimular la formación y multiplicación de brotes, los explantes sobrevivientes fueron seccionados longitudinalmente por la mitad y transferidos a un nuevo medio de cultivo.
3. Aclimatización de las vitroplantas
Esta etapa se selecciona vitroplantas de 5 a 6 cm de longitud, con 2 a 3 hojas y con una buena conformación de raíces (Figura 13). Estas plantas se lavan con agua potable para eliminar los residuos del medio de cultivo y se sumergen por 5 minutos en una solución fungicida de benomil en la concentración de 3 g/L. Posteriormente, son trasplantadas a bandejas multicelda con aserrín de coco pasteurizado y colocadas en la casa de cultivo. Las mismas son colocadas en el propagador de aspersión, con una frecuencia de riego de 5 minutos cada 12 horas; las vitroplantas son mantenidas así por un periodo de 15 a 30 días. Finalmente son llevadas a un umbráculo donde se trasplantan a un sustrato con arena, tierra y cáscara de arroz.
APORTE CIENTÍFICO DE ESTA PUBLICACIÓN
Con el presente post se busca dar a conocer de forma más visual las características botánicas de las musáceas, además de llevarlos a profundizar en otras áreas relacionadas a la botánica como lo es la biotecnología vegetal, que permite mejorar la planta desarrollando y aplicando herramientas biotecnológicas para la micropropagación, conservación y manejo
LITERATURA CITADA
[1]. Navas, C. 1992. Esbozo histórico del cultivo de plátano en Venezuela. Ediciones Astro Data. Maracaibo-Venezuela. pp:19-28.
[2]. Avilán, L.; F. Leal y D. Bautista. 1992. Manual de Fruticultura. Editorial Americana. Caracas. pp. 899-912.
[3]. Martínez, G. 2009. Situación nacional de las Musáceas: breve análisis. Simposio internacional de plátano y banano, UNESUR. Maracay, Venezuela. Pp:31-42.
[4]. Champion, J. 1968. El Plátano, Técnicas Agrícolas y Producciones Tropicales. Editorial Blume. Barcelona. 12-18.
[5]. Bhojwani, S. 1990. Plant tissue culture. Editorial Elsevier. Now York. pp. 1- 2.
[6]. Agustí, M. 2004. Fruticultura. Ediciones Mundi-prensa. Madrid. pp:184-458.
[7]. Zhanga, S. y P. Lemaux. 2004. Molecular analysis of in vitro shoot organogenesis. Crit rev. Plant sci. 23: 325-335.
[8]. Navarro, S. 1987. Cultivo de meristemos en: Cultivo de Tejidos Vegetales. Hurtado, D. y Marino, M. (ed). Editorial Trillas. México. 133-148.
[9]. Thorpe, T y S. Harry. 1997. Application of tissue culture to horticulture. Acta Horticulture 447: 39 - 49.
[10]. De Garcia y Villarroel. 2002. Transformación de plátano cv. ‘Hartón’ (AAB) mediante electroporación de meristemos. Memoria de la XV Reunión Internacional ACORBAT. Cartagena de Indias, Colombia. pp:86-89.
[11]. Do Nang, V., Nguyen. K. y Le Huy, H. 2001. Resultados preliminares de una prueba de virulencia de las poblaciones de Fusarium oxysporum f. sp. cubense para diferentes cultivares de banano en el invernadero. INFOMUSA. 10 (2): 24 - 25.
[12]. Haddad, O., G Haddad., H. Rodríguez., R. Pargas., E. Manzanilla y D. Muñoz. 1994. Multiplicación del plátano ‘Harton enano’ mediante secciones de cormo. Memorias del V congreso Nacional de Fruticultura. Maracay, Venezuela. P. 56